表 1. 片段化 / 末端修復 /dA 尾反應體系

3. 吹打或振蕩混勻，并短暫離心將反應液離心至管底。
4. 按下表設置反應程序(熱蓋設置為 82℃)  ，將上述 PCR 管置于 PCR 儀中反應。

表 2. 片段化 / 末端修復 / 加 dA 尾反應程序

 接頭連接(Adapter Ligation)
1. 將所需試劑解凍后顛倒混勻，置于冰上備用。
2. 如下表所示配制反應體系。

表 3. 接頭連接反應體系(接頭詳細說明見注意事項 二)

3、吹打或振蕩混勻，并短暫離心將反應液離心至管底。
4、將上述 PCR 管置于 PCR 儀中 22℃，孵育 60min。
【注】：當投入 DNA 量較低，實驗效果不理想時，可嘗試將連接時間延長。

連接產物磁珠純化(Post Ligation Clean Up)
A. 產物純化操作步驟(必選)
1、準備工作：將 AMPure XP Beads 室溫平衡 30 min。配制 80% 乙醇。
2、吸取 48 μL AMPure XP Beads   (1 .2×，Beads:DNA=1.2:1)  至接頭連接產物中，  渦旋混 勻或移液器吹打 10 次混勻，室溫孵育 5 min。
3、短暫離心并置于磁力架上，待溶液澄清后(約 5 min)，棄上清。
4、保持 PCR 管始終置于磁力架中，加入 200 μL 新鮮配制的 80% 乙醇漂洗磁珠，室溫孵育30 sec，棄上清。
5、重復步驟 4。
6、保持 PCR 管始終置于磁力架中，開蓋干燥磁珠至剛出現龜裂(約 5 min)*。
7、   
1)  如產物無需進行片段分選，將 PCR 管從磁力架中取出，磁珠 ( 無需用水洗脫 ) 直接用于文庫擴增步驟反應。

2)  如產物需進行雙輪分選，  加入 52-102 μL Nuclease-free Water，渦旋振蕩或輕輕吹打至充分混勻，室溫靜置 5 min。將 PCR 管短暫離心并置于磁力架中靜置，待溶液澄清 后(約 5 min)  ，小心移取 50-100 μL 上清至新 PCR 管中，切勿觸碰磁珠(洗脫體積越大，洗脫效率越高，分選效果越好，詳細說明見注意事項）。
* 等待磁珠干燥過程中，可配制 文庫擴增步驟反應體系。


B. 雙輪分選操作步驟(可選)
1、準備工作：將 AMPure XP Beads 室溫平衡 30 min。配制 80% 乙醇。
2、根據 DNA 片段長度要求，參考表 4 向純化產物中加入第一輪分選磁珠，渦旋混勻或移液 器吹打 10 次混勻。

表 4 文庫雙篩對應磁珠體積參照表

【注】：表中“0.7×”表示樣品 DNA 體積的 0.7 倍。如文庫插入片段長度為 200 bp，樣品 DNA 體積為 100 μL，則第一輪分選磁珠使用體積為 0.70×100 μL=70 μL；第二輪分選磁珠使用體積為 0.25×100 μL=25 μL。

3、室溫孵育 5min。將 PCR 管短暫離心并置于磁力架中，待溶液澄清后(約 5 min)  ，小 心轉移上清到干凈的 PCR 管中。
4、參考表 4 向上清中加入第二輪分選磁珠。渦旋混勻或移液器吹打 10 次混勻，室溫靜置 5 min。
5、 將 PCR 管短暫離心并置于磁力架中，待溶液澄清后(約 5 min)，棄上清。
6、保持 PCR 管始終處于磁力架中，加入 200 μL 新鮮配制的 80% 乙醇漂洗磁珠，室溫孵育30 sec，棄上清。
7、重復步驟 6。
8、保持 PCR 管始終處于磁力架中，開蓋干燥磁珠至剛出現龜裂(約 5 min)*。
9、將 PCR 管從磁力架中取出，磁珠 ( 無需用水洗脫 ) 直接用于文庫擴增實驗。
* 等待磁珠干燥過程中，可配制 文庫擴增步驟反應體系。


文庫擴增(Library Amplification)
1、將表 5 所需試劑解凍后顛倒混勻，置于冰上備用。
2、如下表所示配制反應體系。

表 5 文庫擴增反應體系 

【注】：  含有 Index 的 PCR 引物(i5 Prmier 和 i7 Primer)  信息詳見 MichTM TLX Primer Kit(Catalog #NGS CD-0602-C)說明。

3、將配置好的 PCR 反應液加入到 3.3.1 或 3.3.2 步驟完成后的含有磁珠的 PCR 管中，  吹打或 振蕩混勻，并短暫離心。
4、按下表設置反應程序，將上述 PCR 管置于 PCR 儀中反應。

表 6 PCR 擴增反應程序

產物磁珠純化(Post Amplification Clean Up)
同：產物純化操作步驟。使用 AMPure XP Beads(1×，Beads:DNA=1:1)  純化文庫擴增產物，  最后加適量 Nuclease-free water(20-50 μL)  進行洗脫(產物如需保存請 使用 TE Buffer 洗脫)。

文庫質量控制
通常情況下，構建好的文庫可通過濃度檢測和長度分布檢測來進行質量評價，具體請參見：注意事項中的關于文庫質檢。

注意事項
關于操作
1、請穿實驗服并戴一次性手套進行實驗。
2、使用前請將試劑盒各組分置于室溫解凍。解凍后充分混勻，短暫離心后置于冰上待用。
3、混勻時請輕輕吹打或輕輕振蕩，劇烈振蕩可能會造成文庫產出下降。
4、為避免樣品交叉污染，推薦使用帶濾芯的一次性槍頭。
5、推薦在帶熱蓋的 PCR 儀中進行各步驟反應，使用前應預熱PCR 儀至反應溫度附近。
6、請在潔凈的實驗環境下實驗，避免污染。

TLX Adapter for ILM 說明
1、TLX Adapter for ILM 采用短接頭模式。
2、接頭濃度：15 μM; 直接用于相應建庫試劑盒連接體系里即可。
3、-20℃保存，使用前提前融化，盡量低溫融化，避免在超過 30℃的環境中融化。
4、建庫推薦使用量：常規 DNA 投入量 100-200 ng, 2 μL/rxns；其他 DNA 投入量需要適當調 整接頭使用量。

關于磁珠純化與分選
1、DNA 片段選擇步驟可在接頭連接后或文庫擴增后進行。
2、當 Input DNA 質量≥ 50 ng，  建議在接頭連接后分選；  如 Input DNA 質量<50 ng，  可在 文庫擴增后進行分選。
3、TLX Ligase Buffer 包含高濃度的 PEG，對雙輪磁珠分選產生顯著影響。因此，當在接頭 連接后進行片段選擇，須先進行純化步驟，再進行雙輪分選步驟；如在文庫擴增后進行片 段選擇，可直接進行雙輪磁珠分選步驟。
4、磁珠使用前應先平衡至室溫，并混勻再使用，否則會導致得率下降。
5、80% 乙醇應現用現配，否則將影響回收效率。
6、進行片段選擇時， 初始樣品體積應盡量≥ 100 μL， 初始樣本體積越大， 片段選擇效果越好。

關于文庫擴增
1、文庫擴增循環數與文庫產量和文庫質量有直接關系，請參照下表列舉的本試劑盒設置擴增 循環數，并摸索合適的循環數。

表 1. 文庫擴增循環數參照表

【注】：如文庫擴增后需要做片段選擇時參照較高循環數擴增。

關于文庫質檢
1、通常情況下，構建好的文庫可通過長度分布檢測和濃度檢測來進行質量評價。
2、文庫濃度檢測可使用：基于雙鏈 DNA 熒光染料的方法， 如 Qubit® 或 qPCR 絕對定量的方法。
3、文庫長度分布檢測，可通過 Agilent Bioanalyzer 2100 等基于毛細管電泳或微控流原理的 設備進行檢測。

運輸與保存方法

 -20℃運輸。
所有組分 -20° C 保存，有效期 1 年。

MICH TLX DNA建庫試劑盒產品信息